Оптимальные условия хранения концентрата тромбоцитов с учетом метаболической активности: оригинальная статья

ВВЕДЕНИЕ. Качество заготовленных гемотрансфузионных компонентов в значительной степени достигается эффективным применением современного оборудования, рациональным использованием донорского потенциала, а также внедрением новых трансфузиологических технологий. Однако поддержание метаболических свойств тромбоцитов, наряду с минимальной активацией в течение актуального времени хранения, остается проблемой в службах переливания крови.

ЦЕЛЬ. Оценить, учитывая сроки хранения в условиях разных температурных режимов, уровень метаболизма в концентрате тромбоцитов (КТ), заготовленном в плазме и в добавочном растворе SSP⁺.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ. Объектом исследования являлись 20 образцов КТ, заготовленных методом автоматического афереза в плазме, и столько же – в добавочном растворе SSP⁺ (MacoPharma, Франция) в условиях пониженной температуры (4 ± 2 °С) в день заготовки и на сроках хранения до 15 сут. В режиме комнатной температуры в исследование включено 25 образцов КТ в плазме, 31 – в добавочном растворе SSP⁺ в день заготовки и на 5-е сутки хранения. Всего исследовано 96 образцов КТ. Количество тромбоцитов определяли на автоматическом гематологическом анализаторе Medonic М20 (Швеция). Параметры метаболизма тромбоцитов in vitro (pH, уровни глюкозы и лактата) измеряли с помощью анализатора газов крови ABL-800 Flex (Radiometer, Дания). Для идентификации количества тромбоцитарных микрочастиц использовали метод проточной цитометрии с анти-CD41 – APC (Clone MEM-06) к поверхностным маркерам тромбоцитов на анализаторе CytoFlex (Beckman Coulter, США).

РЕЗУЛЬТАТЫ. Выявлены возможности и преимущества рационального подхода к переливанию ТК с учетом среды содержания, степени активации и температурного режима хранения тромбоцитов для оптимизации заготовки компонента. Данные, полученные на 1–5-е сутки при холодовом хранении КТ, совпадают с исследованием хранения при регламентированной температуре 22 ± 2 ºС и постоянном помешивании. Особое внимание уделено количеству тромбоцитарных микрочастиц к концу срока хранения. Обращает на себя внимание, что их содержание в обеих группах значительно возрастало по сравнению с исходным, что свидетельствует об усилении активации тромбоцитов к концу срока хранения.

ОБСУЖДЕНИЕ. В результате оценки метаболической активности выявлено, что, независимо от среды хранения и температурных режимов, тромбоциты сохраняли метаболическую активность в течение 5 сут, не выходя за пределы регламентированных значений рН. Содержание микрочастиц является показателем доли активных тромбоцитов в данном концентрате. Вероятно, регулярные донации у активных доноров потенциально могут быть связаны с клеточной активацией и повышением количества циркулирующих микрочастиц в КТ. Данные проведенного исследования подчеркивают необходимость разработки и обоснования требований к заготовке и хранению КТ с учетом статуса активации на основе скрининга микрочастиц у доноров. Возможность дифференцировки КТ на основе скрининга содержания микрочастиц, образующихся в результате активации, будет способствовать повышению эффективности и безопасности трансфузионной терапии.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ. Концентраты тромбоцитов имеют короткий срок годности и часто находятся в ограниченном количестве. Управление запасами КТ, основанное на анализе содержания тромбоцитов и микрочастиц, является перспективной стратегией, что немаловажно и для специалистов морских отраслей. Оценка статуса активации КТ по уровню содержания микрочастиц позволит улучшить качество и эффективность проводимой трансфузионной терапии и оптимизировать использование востребованного компонента крови.

1. Maurer-Spurej E., Chipperfield K. Past and future approaches to assess the quality of platelets for transfusion. Transfus Med Rev, 2007, 21(4), pp. 295–306. doi: 10.1016/j.tmrv.2007.05.005.

2. Holmsen H., Setkowsky C. A., Day H. J. Влияние антимицина и 2-дезоксиглюкозы на адениновые нуклеотиды в тромбоцитах человека. Роль метаболического аденозинтрифосфата в первичной агрегации, вторичной агрегации и изменении формы тромбоцитов. Biochem J, 1974, Vol. 144, pp. 385–396.

3. Kramer P. A., Ravi S., Chacko B., Johnson M. S., Darley-Usmar V. M. A review of the mitochondrial and glycolytic metabolism in humanplatelets and leukocytes: implications for their use as bioenergetics biomarkers. Redox Biol, 2014, Vol. 10, No. 2, pp. 206–210.

4. Ravi S., Chacko B., Sawada H., Kramer P. A., Johnson M. S., Benavides G. A., et al. Metabolic Plasticity in Resting and Thrombin Activated Platelets. PLoS ONE, 2015, 10(4), e 0123597.

5. Corona de la Peña N., Gutiérrez-Aguilar M., Hernández-Reséndiz I., Marı́n-Hernández A., Rodriguez-Enriquez S. Glycoprotein Ib activation by thrombin stimulates the energy metabolism in human platelets. PLoS One, 2017, 12(8), e 0182374.

6. Paglia G., Sigurjónsson Ó. E., Rolfsson Ó., Valgeirsdottir S., Hansen M. B., Brynjólfsson S., Gudmundsson S., Palsson B.O. Comprehensive metabolomic study of platelets reveals the expression of discrete metabolic phenotypes during storage. Transfusion, 2014, Vol. 54, 2911–2923. doi:10.1111/trf.12710.

7. George C. E., Saunders C. V., Morrison A., Scorer T., Jones S., Dempsey N. C. Cold stored platelets in the management of bleeding: is it about bioenergetics? Platelets, 2023, 34(1), pp. 2188969. doi: 10.1080/09537104.2023.2188969. PMID: 36922733.

8. Reddoch K. M., Pidcoke H. F., Montgomery R. K., et al. Hemostatic function of apheresis platelets stored at 4 С and 22 С. Shock, 2014, Vol. 41, Nо. 1(01), pp. 54–61.

9. Braathen H., Sivertsen J., Lunde T. H. F., et al. In vitro quality and platelet function of cold and delayed cold storage of apheresis platelet concentrates in platelet additive solution for 21 days. Transfusion, 2019, Vol. 59, Nо. 8, pp. 2652–2661.

10. Getz T. M., Montgomery R. K., Bynum J. A., et al. Storage of platelets at 4 °С in platelet additive solutions prevents aggregate formation and preserves platelet functional responses. Transfusion, 2016, Vol. 56, Nо. 6, pp.1320–1328.

11. Bynum J. A., Meledeo M. A., Getz T. M., Rodriguez A. C., Aden J. K., Cap A. P., Pidcoke H. F. Bioenergetic profiling of platelet mitochondria during storage: 4°C storage extends platelet mitochondrial function and viability. Transfusion, 2016, Vol. 56, Suppl 1, S76–S84. doi: 10.1111/trf.13337. PMID: 27001365.

12. Zharikov S., Shiva S. Platelet Mitochondrial Function: From Regulation of Thrombosis to Biomarker of Disease. Biochem. Soc. Trans, 2013, Vol. 41, pp.118–123. doi: 10.1042/BST20120327.

13. Ravera S., Signorello M. G., Bartolucci M., Ferrando Ravera S., Signorello M. G., Panfoli I. Platelet Metabolic Flexibility: A Matter of Substrate and Location. Cells, 2023, 12(13), pp. 1802. doi: 10.3390/cells12131802.

14. Ravera S., Signorello M. G., Bartolucci M., Ferrando S., Manni L., Caicci F., Calzia D., Panfoli I., Morelli A., Leoncini G. Extramitochondrial Energy Production in Platelets. Biol. Cell., 2018, Vol. 110, pp. 97–108. doi: 10.1111/boc.201700025.

15. Fuentes E., Araya-Maturana R., Urra F. A. Regulation of mitochondrial function as a promising target in platelet activation-related diseases. Free Radic Biol Med, 2019, Vol. 136, pp.172–182. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2019.01.007.

16. Prakhya K. S., Vekaria H., Coenen D. M., Omali L., Lykins J., Joshi S., Alfar H.R., Wang Q.J., Sullivan P., Whiteheart S.W. Platelet Glycogenolysis Is Important for Energy Production and Function. Platelets, 2023, Vol. 34, pp. 2222184. doi: 10.1080/09537104.2023.2222184.

17. Flora GD, Nayak MK, Ghatge M, Chauhan AK. Metabolic targeting of platelets to combat thrombosis: dawn of a new paradigm? Cardiovasc Res, 2023, 119(15), pp. 2497–2507. doi: 10.1093/cvr/cvad149.

18. Aibibula M., Naseem K. M., Sturmey R. G. Glucose Metabolism and Metabolic Flexibility in Blood Platelets. J. Thromb. Haemost., 2018, Vol. 16, pp. 2300–2314. doi: 10.1111/jth.14274.

19. Sake C. L., Metcalf A. J., Meagher M., Di Paola J., Neeves K. B., Boyle N. R. Isotopically Nonstationary 13C Metabolic Flux Analysis in Resting and Activated Human Platelets. Metab. Eng, 2022, Vol. 69, pp. 313–322. doi: 10.1016/j.ymben.2021.12.007.

20. Fuentes E., Araya-Maturana R., Urra F. A. Regulation of mitochondrial function as a promising target in platelet activation-related diseases. Free Radic Biol Med, 2019, Vol. 136, pp. 172–182. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2019.01.007.

21. Sut C., Aloui C., Tariket S., et al. Assessment of soluble platelet CD40L and CD62P during the preparation process and the storage of apheresis platelet concentrates: Absence of factors related to donors and donations. Transfus. Clin. Biol, 2018, 25(3), pp. 192–196. doi: 10.1016/j.tracli.

22. Burger D., Oleynik P. Isolation and characterization of circulating microparticles by flow cytometry. Hypertension, 2017, Vol. 1527, pp. 271–281. doi: 10.1007/978-1-4939-6625-7_21.

23. Халиулин А. В., Гусякова О. А., Козлов А. В., Габрильчак А. И. Процессы метаболизма и механизмы регуляции активности тромбоцитов (обзор литературы). Клиническая лабораторная диагностика, 2019, 64 (3), С. 164–169

24. Chen F, Liao Z, Peng D, Han L. Role of Platelet Microparticles in Blood Diseases: Future Clinical Perspectives. Ann Clin Lab Sci, 2019, 49(2), pp. 161–170. PMID: 31028059.

25. Чечеткин А. В., Алексеева Н. Н., Старицына Н. Н., Киселева Е. А., Гришина Г. В. и др. Изучение морфофункциональных свойств тромбоцитов в процессе хранения их в добавочном растворе, содержащем фумарат натрия. Трансляционная медицина. 2020. Т. 7, № 2. С. 33–41

26. Leitner G.C., List J., Horvath M. Additive solutions differentially affect metabolism and functional parameters of platelet concentrates. Vox Sang, 2016, Vol. 110, Nо. 1, pp. 20–26. doi: 10.1111/vox.12317. Epub 2015 Aug 14.

27. Nogava M., Naito Y., Chatani M. Parallel comparison of apheresis-collected platelet concentrates stored in four different additive solutions. Vox Sang, 2013, Vol. 105, Nо. 4, pp. 305–312.

28. Garraud O., Cognasse F., Tissot J., et al. Improving platelet transfusion safety: biomedical and technical considerations. Blood Transfus, 2016, Vol. 14, pp. 109–122.

29. Shander A., Goobie S. M., Warner M. A., et al. Essential Role of Patient Blood Management in a Pandemic: A Call for Action. Anesthesia Analg, 2020, Vol. 131, No. 1, pp. 74–85.

30. Ngo A., Masel D., Cahill C., et al. Blood Banking and Transfusion Medicine Challenges During the COVID-19 Pandemic. Clin. Lab. Med, 2020, Vol. 40, No. 4, pp. 587–601.

31. Warner M. A., Kurian E. B., Hammel S. A., et al. Transition from room temperature to cold-stored platelets for the preservation of blood inventories during the COVID-19 pandemic. Transfusion, 2020, Vol. 61, No. 1, pp. 72–77.

32. Strandenes G., Sivertsen J., Bjerkvig C. K., et al. A Pilot Trial of Platelets Stored Cold versus at Room Temperature for Complex Cardiothoracic Surgery. Anesthesiology, 2020, Vol., 133, No. 6, pp. 1173–1183.

33. Гришина Г. В., Ласточкина Д. В., Касьянов А. Д., Голованова И. С., Бессмельцев С. С. Оценка микрочастиц в концентрате тромбоцитов в зависимости от патогенредукции: пилотное исследование. Морская медицина, 2025, Т. 11, № 1, С. 104–111 doi: https://dx.doi.org/10.22328/2413-5747-2025-11-1-104-111; EDN: https://elibrary.ru/GSAHEM.

34. Noulsri E. Effects of cell-derived microparticles on immune cells and potential implications in clinical medicine. Lab Med, 2020, Nо. 20, pp. 1–14. https://academic.oup.com/labmed/article/52/2/122/5894906?login=false.

35. Гришина Г. В., Касьянов А. Д., Ласточкина Д. В., Кробинец И. И., Голованова И. С., Матвиенко О. Ю. Микрочастицы как критерии качества концентрата тромбоцитов. Медицина экстремальных ситуаций, 2024, Т. 26, №. 4, С. 132– 140 https://doi.org/10.47183/mes.2024-26-4-132-140.

36. Ying Ng. M., Tung J. P., Fraser J. F. Platelet storage lesions: what more do we know now? Transfus. Med. Rev, 2018, Vol. 17, pp. 63–89.